Защитный эффект при длительном применении гуммиарабика сочинение пример

ООО "Сочинения-Про"

Ежедневно 8:00–20:00

Санкт-Петербург

Ленинский проспект, 140Ж

magbo system

Сочинение на тему Защитный эффект при длительном применении гуммиарабика

Действие ключевых катализаторов укрепления клеток предполагает основную роль в принятии вреда ткани, вызванного гипергликемией [1]. Окислительное давление, вызванное однобокостью окислителей / агентов, предотвращающих рак, наносит вред органическим макромолекулам, включая крахмалы, белки, липиды и нуклеиновые кислоты, вызывает ухудшение гомеостаза клеток и образование других рецептивных атомов, которые вызывают большее повреждение [2]. Значение окислительного давления и его связь с патологией сахарного диабета (СД) наряду с сопутствующими сложностями были широко исследованы [1,3]. Прошлые исследования показали, что генерация активных форм кислорода (АФК) при диабете приводит к улучшению постоянных диабетических язв на кровеносных сосудах [4], сетчатке [5], почках [6] и нейродегенеративных заболеваниях [7].

СД является постоянной и наиболее регулярной метаболической проблемой, которая в XXI веке оказалась пандемией [8]. Около 347 миллионов человек были подвержены влиянию DM в 2011 году [9]. Всемирная ассоциация благополучия предсказывает, что диабет станет седьмой движущей причиной смерти в 2030 году. Окислительное беспокойство при СД вызывает несколько неблагоприятных последствий для физиологии клетки [10]. Он снижал уровень глутатиона (GSH) при диабете [11], уменьшал активность каталазы [12], снижал уровень почечной СОД [13] и повышал уровень белка теплового шока 70 (HSP70) у пациентов с СД 2 типа [14]. Окислительное давление считается ключевым фактором в начале патогенеза и диабетических сложностей [15]. Клинические и аналитические исследования показали, что в долгосрочной перспективе СД может поражать СД [16–18]. Гистологические признаки жировой болезни печени, вызванной СД, и неалкогольной жировой болезни печени (НАЖБП) не могут быть выявлены в результате вызванного этанолом стеатоза печени [18].

Гуммиарабик (GA) – это расходуемый, высушенный липкий экссудат из Acaciaseyal, а Acacia Senegal богат неволосатым волокном растворителя. Обычно его используют как часть пищевой промышленности и фармацевтики в качестве эмульгатора и добавки [19]. В Северной Африке и на Ближнем Востоке он используется в качестве специалиста по чистоте полости рта различными группами в течение нескольких столетий [20]. GA используется как часть фармацевтического препарата в арабском обществе для уменьшения рецидивов и необходимости гемодиализа у пациентов с непрекращающейся почечной недостаточностью [21]. Он обладает твердыми свойствами для профилактики рака и используется для снижения тестовой нефротоксичности в отношении гентамицина [21], цисплатина [22] и для улучшения кардиотоксичности [23]. Как бы то ни было, влияние GA на окислительное беспокойство в печени крыс с диабетом I типа не было учтено. Независимо от того, может ли GA изменить окислительно-связанные качества, артикуляция в печени диабетических грызунов I типа остается менее ясной.

Следовательно, в настоящем исследовании мы использовали модель диабетических грызунов I типа для изучения наших предположений о том, что добавление ГА в питьевую воду может обезопасить печень за счет уменьшения окислительного вреда, а уменьшение окислительного вреда может быть связано с балансом печени. окислительно-связанные качества артикуляции.

Обоснование исследования:

В настоящем исследовании мы стремимся использовать модель диабетических крыс, чтобы проверить, будет ли добавление ГА к терапии инсулином ослаблять вызванные диабетом изменения функции печени и опосредуется ли действие воздействием на маркеры окислительного стресса. < / р>
<Р> 2. Материал и методы:

2.1 Животные. Всего в исследование было включено 60 самцов крыс Sprague-Dawley (возраст 5-6 недель) весом 200 ± 10 г. Животных содержали в помещении для животных в контролируемой среде с циклом свет / темнота 12: 12. Животные были акклиматизированы за одну неделю до исследования и имели свободный доступ к воде и стандартному корму для крыс в течение всего экспериментального периода.

2.2. Животные. Это исследование проводилось в соответствии с рандомизированным экспериментальным планом с контролируемыми животными. 60 самцов крыс Sprague-Dawley, включенных в это исследование, были разделены на 6 групп (n = 10 в каждой) следующим образом:

[A] Контрольные группы:

<Р> 1. Необработанный контроль (C): крысам однократно внутрибрюшинно вводили только цитратный буфер.

<Р> 2. Контрольный обработанный гуммиарабиком (GAC): крысам внутрибрюшинно вводили буфер в качестве группы «С» и получали 10% мас. / Об. Гуммиарабика в питьевой воде.

[B] Экспериментальные группы:

<Р> 1. Не леченная диабетическая группа (D): диабетическая группа не получала ни инсулина, ни GA.

<Р> 2. Диабет + инсулин (DI): крысы получали только инсулин.

<Р> 3. Диабет + GA (DGA): крысы получали GA только после индукции диабета.

<Р> 4. Диабет + инсулин + GA (DIGA): крысы получали инсулин и GA после индукции диабета.

2.3 Индукция сахарного диабета (СД):

Сахарный диабет I типа (СД) был индуцирован, как описано в [24]. Вкратце, после голодания в течение ночи вводили однократную внутрибрюшинную инъекцию (т.е.) стрептозотоцина STZ (65 мг / кг) в свежеприготовленный цитратный буфер (0,1 М, рН 4,5) (Sigma Chemical Company, США). СД проверяли путем измерения уровня глюкозы в крови у выживших крыс через 3 дня путем отбора крови из хвоста / шеи. Крысы с уровнем глюкозы в крови натощак = 20 ммоль / л через 48 ч после инъекции STZ считались диабетиками [25]. Экспериментальный период составлял 12 недель, период, который, как было доказано, вызывает обнаруживаемые диабетические осложнения в почках [26].

2.4 Подготовка ткани

Крыс анестезировали пентобарбиталом натрия (60 мг / кг массы тела, внутрибрюшинно). Печень была удалена, очищена от грубой адвентициальной ткани, высушена до блота и обработана для биохимических измерений. Ткань гомогенизировали в 50 мМ фосфатном буфере (рН 7,4) с использованием гомогенизатора Polytron. Полученный супернатант использовали для измерения реактивных веществ тиобарбитуровой кислоты (TBARS) и антиоксидантных ферментов. Уровни TBARS измеряли как показатель продукции малонового диальдегида, а затем оценивали перекисное окисление липидов в тканях методом Yagi [27], как описано ранее [28].

2.5 Оценка активности печеночного антиоксидантного фермента

Коммерческие реагенты на основе супероксиддисмутазы (SOD), глутатионпероксидазы (GPx), каталазы (CAT) и глутатиона (GSH) были приобретены у Sigma Chemical Company, США. Ткани печени (1 г) разрезали на мелкие кусочки и гомогенизировали в охлажденном льдом солевом буфере (0,85%, pH 7,4) (1: 9, мас. / Об.) С помощью Ultra-Turrax (T8, IKA-labourtechnik Staufen, Германия) , Гомогенаты печени центрифугировали при 1000 g в течение 15 минут при 4 ° С и супернатанты собирали. Супернатанты использовались для анализов SOD, GPx, CAT и GSH. Антиоксидантный статус печени оценивали путем измерения уровня различных антиоксидантов в печени. Активность СОД измеряли по методике [29]. Активность GPx и CAT измеряли методами, описанными в [30] и [31] соответственно. Все анализы измерялись с помощью наборов для анализа клинической химии в соответствии с рекомендуемой изготовителем процедурой. Антиоксидантная активность как функция окислительного стресса в ткани печени была определена в соответствии с информацией производителей; каталаза (abcam-ab83464, набор для анализа каталазы – колориметрический / флуорометрический), супероксиддисмутаза (Cayman Chemical – набор для определения супероксиддисмутазы – номер позиции 706002), малоновый диальдегид (abcam-ab118970- набор для анализа перекисного окисления липидов (MDA) – флуориметрический и колориметрический) глутатион (SIGMA-ALDRICH- набор для анализа глутатиона – каталожный номер. CS0260). Полученные результаты были проанализированы с помощью SPSS версии 20. Средние значения параметров двух групп были проанализированы с помощью t-критерия.

<Р> 2,6. Извлечение РНК и ПЦР в реальном времени

Около 100 мг печени измельчали ​​в жидком N2, а порцию около 50 мг использовали для экстракции РНК с использованием набора тотальной РНК TRIzol (Invitrogen, Biotechnology Co., Ltd., Карлсбад, Калифорния, США) в соответствии с инструкция производителя. Два подхода были предприняты, чтобы гарантировать, что все препараты полной РНК не содержат геномной ДНК. Сначала суммарные РНК обрабатывали 10 U ДНКазой I (RNase Free, D2215, Takara, Japan) в течение 30 минут при 37 ° С и очищали в соответствии с протоколом производителя. Во-вторых, праймеры для эталонного гена (-актин) были спроектированы так, чтобы охватить интрон, поэтому можно легко сообщать о любом загрязнении геномной ДНК с помощью дополнительного продукта на кривых плавления для ПЦР в реальном времени. ПЦР в реальном времени проводили в Mx3000P (Stratagene, США) в соответствии с предыдущими публикациями [32,33]. Праймеры, специфичные для СОД и gGCL (таблица 1), были синтезированы Geneary (Шанхай, Китай), а крысиный -актин был использован в качестве эталонного гена для целей нормализации. Метод 2-Ct использовался для анализа данных ПЦР в реальном времени [34]. Содержание мРНК было представлено как кратное изменение относительно среднего уровня контрольной группы.

<Р> 2,7. Этическое разрешение:

Это исследование было проведено после получения академического и этического одобрения медицинского факультета Университета Аль-Нилайн-Хартум, Судан.

<Р> 2,8. Статистический анализ

Описательные статистические данные были выполнены для проверки нормальности и однородности отклонений перед использованием параметрического анализа. Данные были проанализированы с использованием статистической программы SPSS. Значения выражены как частота, процент и среднее значение ± стандартное отклонение. Тестирование значимости было выполнено с использованием 2 тестов и одностороннего дисперсионного анализа (ANOVA). Значения P = 0,05 считались статистически значимыми.

<Р> 3. Результаты

<Р> 3,1. Влияние GA на активность антиоксидантных ферментов печени

Были измерены ключевые антиоксидантные ферменты, включая SOD, CAT и GPx печени крысы. Антиоксидантная активность как функция окислительного стресса в ткани печени в шести группах представлена ​​на рисунках 1-4. Значения (среднее значение ± стандартное отклонение), полученные для уровней восстановленного глутатиона (GSH) в печени группы крыс, обработанных гуммиарабиком были значительно различны по сравнению с контрольной группой. Кроме того, у крыс с СД, получавших инсулин и гуммиарабик, также наблюдались значительные различия (рис. 1). Группа крыс с диабетом показала значительное снижение активности всех антиоксидантных ферментов по сравнению с контролем. Уровни общей супероксиддисмутазы (SOD) в печени экспериментальных групп крыс показали различную тенденцию, при которой у крыс с сахарным диабетом не наблюдалось какого-либо значительного увеличения SOD при лечении гуммиарабиком, однако добавление инсулина с гуммиарабиком к диабетическим крысам увеличилось СОД очень значительно (рисунок – 3). Наконец, уровни каталазы (CAT) показали очень значительное увеличение у диабетических крыс, получавших инсулин и гуммиарабик отдельно или в комбинации (рис. 4). Однако лечение GA значительно (P <0,05) увеличивало активность антиоксидантных ферментов, включая SOD, CAT и GPx, по сравнению с контрольной и диабетической группами.

<Р> 3,2. Влияние GA на перекисное окисление липидов в печени

Малоновый диальдегид (МДА) в качестве биомаркера окислительного стресса обычно используется для оценки степени перекисного окисления липидов. В настоящем исследовании мы наблюдали значительное увеличение концентрации MDA в печени в группе диабетиков по сравнению с контролем. Тем не менее, лечение GA значительно (P <0,05) снизило концентрации MDA по сравнению с группой крыс с диабетом (Рисунок 2). Кроме того, лечение GA значительно увеличивало концентрацию GSH в печени по сравнению с контрольной и диабетической группами крыс. Уровни реактивных кислотных веществ тиобарбитуровой кислоты (GSH) в печени всех экспериментальных групп крыс показали сходную тенденцию, однако их уровни были значительно выше у крыс с диабетом, получавших гуммиарабик и инсулин (рис. 2).

<Р> 3.3. Влияние GA на печеночную экспрессию антиоксидантных генов

Q.PCR использовали для измерения экспрессии мРНК антиоксидантных ферментов в печени. Стрептозотоцин-индуцированный диабет вызывал значительное снижение экспрессии мРНК СОД печени. Тем не менее, лечение GA значительно увеличило экспрессию мРНК печеночной СОД (Рисунок 4) по сравнению с диабетической группой или группой, получавшей инсулин. Кроме того, мРНК значительно увеличилась и достигла уровня контроля у диабетических крыс, получавших инсулин и GA. Аналогичная тенденция наблюдалась в отношении экспрессии мРНК gGLC в отношении мРНК -актина, при которой обработка GA крысами, вызванными диабетом, значительно увеличивала его экспрессию, и она была значительно более значимой, когда GA обрабатывали в комбинации с инсулином

Зарегистрируйся, чтобы продолжить изучение работы

    Поделиться сочинением
    Ещё сочинения
    Нет времени делать работу? Закажите!

    Отправляя форму, вы соглашаетесь с политикой конфиденциальности и обработкой ваших персональных данных.