Сублетальная токсичность после хронического воздействия HHCB и Ahtn в морской среде сочинение пример

ООО "Сочинения-Про"

Ежедневно 8:00–20:00

Санкт-Петербург

Ленинский проспект, 140Ж

Сочинение на тему Сублетальная токсичность после хронического воздействия HHCB и Ahtn в морской среде

Полициклические соединения мускуса были обнаружены в матрицах окружающей среды и в биологических тканях в последнее десятилетие, но при этом не упоминается их хроническая токсичность в морской среде. В настоящем исследовании моллюски Ruditapes philippinarium подвергались воздействию 0,005, 0,05, 0,5, 5 и 50 мкг / л галаксолида (HHCB) и тоналида (AHTN) в течение 21 дня. Множество биомаркеров, связанных с биотрансформацией ксенобиотиков (EROD и GST), окислительным стрессом (GPx, GR и LPO) и генотоксичностью (повреждение ДНК), были измерены в тканях пищеварительной железы. HHCB и AHTN значительно индуцировали ферментативную активность EROD и GST (p <0,05) при концентрациях в окружающей среде. Эти вещества индуцировали активность GPx и значительно ингибировали активность GR (p <0,05). Все концентрации вызывали значительное увеличение ПОЛ в день 21 для обоих веществ, что приводило к повреждению ДНК. Хотя эти вещества, как сообщалось, не являются полностью токсичными, это исследование показало, что они вызывают окислительный стресс и, следовательно, генетические цепи разрушаются в морских организмах.

<Р> Введение

Ароматизаторы – это химические соединения с низкой молекулярной массой (<300 г / моль), которые применяются в продуктах личной гигиены, таких как лосьоны для тела, мыло и моющие средства, духи, зубные пасты, различные косметические средства и т. д. (Reiner and Kannan, 2011). Они получены из мускуса - ряда натуральных и синтетических веществ. Натуральные мускусы были извлечены из жировых тканей растений и животных. Однако из-за возросшего спроса и, как следствие, высокой стоимости в сочетании с неопределенностью в поставках натурального мускуса, синтетические соединения мускуса (SMC) были сформулированы в качестве замены (Rimkus, 1999). Нитропроизводные, которые состоят из метилированных нитратов и ацетилированных бензольных колец, были впервые синтезированы и использованы в промышленном масштабе (Sommer, 2004). Однако они были запрещены из-за их токсичности и стойкости в окружающей среде. Полициклические мускусные соединения (ПМК), в отличие от нитро-аналогов, имеют бициклическую ароматическую структуру, которая состоит из ацетилированных и высокометилированных скелетов пирана, тетралина и индана (Sumner et al., 2010). Хотя промышленный синтез этой группы является умеренно сложным, они, тем не менее, считаются очень важными парфюмерными материалами в парфюмерии, обладающими способностью связываться с тканями и характерным мускусным ароматом (Swidish Society for Conservation, 2000). Из этой категории наиболее потребляемыми PMC являются галаксолид (HHCB) и тоналид (AHTN), на которые приходится 95% общего объема рынка парфюмерных материалов (Balk and Ford, 1999; Pedersen et al., 2009). Расчетное количество этих веществ, использованных в 1996 году, составляло приблизительно 8000 тонн (Chen et al., 2010). В Соединенных Штатах все количество использованных отдушек увеличилось вдвое с 1990 года (Roosens et al., 2007) и увеличилось на 25% в период между 1996 и 2000 годами, по оценкам, от 5200 до 6500 тонов (Peck et al., 2006).

SMC были впервые определены в матрицах окружающей среды на реке Тама, недалеко от Токио, Япония, в 1981 году (Peck et al., 2006). Эти соединения были обнаружены в различных матрицах окружающей среды: воздух, вода и осадок при соответствующих концентрациях в окружающей среде (Фромме и др., 2001; Пек и др., 2006; Пек и Хорнбакл, 2006). Из-за их внешнего применения основной путь входа через очистные сооружения и атмосферное осаждение (Фромме и др., 1999; Рамсков и др., 2009). Большинство очистных сооружений не приспособлены для полного удаления SMC из городских и промышленных сточных вод. Исследования показали, что только около 50-90 процентов от общего количества SMC удаляются из очистных сооружений, тогда как остальные поступают в принимающие реки и океаны через отвод сточных вод (Heberer, 2002; Lee et al., 2010) и разбавляются вдоль реки. градиент вниз по течению (Ricking et al., 2003). Это объясняет более высокие концентрации, измеренные в стоках очистки сточных вод. Например, в Германии концентрации HHCB и AHTN до 13330 и 4360 нг / л, измеренные соответственно в сточных водах, были самыми высокими в поверхностных водах ниже по течению при 1590 нг / л и 530 нг / л соответственно (Fromme et al., 2001). Точно так же Sumner et al. (2010) измеряли до 2089 и 530 нг / л HHCB и AHTN в сточных водах и 30 и 15 нг / л ниже по течению в устье Тамар соответственно. Средние концентрации HHCB и AHTN, измеренные в трех сточных водах у залива Кадис на юге Испании, варьировались от 5603 нг / л до 592 нг / л, что составляет более 50% загрязняющих веществ, измеренных в сточных водах, которые сбрасываются в морская среда (Диас-Гардуньо и др., 2017).

Имеется мало сообщений об измеренных концентрациях SMC в окружающей среде в морской среде (Bester et al., 1998; Sumner et al., 2010). Это очень тревожно по двум причинам: во-первых, из-за растущего потребления этих соединений во всем мире; и, во-вторых, многие города расположены на побережье и, таким образом, сточные воды, поступающие на короткое расстояние в морскую среду. Тем не менее, отчеты показали биоаккумуляцию этих соединений в морских организмах (Kannan et al., 2005; Moon et al., 2011, 2012). Moon и соавт. (2012) изучали профили концентрации и накопления полициклических ароматических углеводородов и SMC в тканях печени и барботере у малых полосатиков и общего дельфина из прибрежных вод Кореи. Они сообщили, что во всех образцах тканей печени и барботера было обнаружено, что HHCB преобладает без исключения. Концентрации в нг / г массы липидов, обнаруженные в тканях печени и барботере обоих организмов, варьировались от <2,3 до 169 и <от 2,3 до 50; и от 24 до 187 и от 19 до 72 HHCB и AHTN соответственно. Самые высокие концентрации обоих соединений были обнаружены в печени и барботере малых полосатиков. Большинство исследований было сосредоточено на биоконцентрации, но для того, чтобы понять потенциал биомагнификации этих веществ и выявить те виды, которые накапливают более высокие концентрации в их рационе и среде обитания, Наката и др. (2007) измерили синтетический мускус у червя, мидий, ракообразных, рыб , морские птицы и млекопитающие из приливно-отливных и мелководных районов Ариакского моря, Япония. Во всех проанализированных образцах HHCB и AHTN были доминирующими соединениями, в то время как нитро аналоги не были обнаружены. Более раннее исследование устриц в 61 месте вокруг японских прибрежных вод сообщило о преобладании HHCB и AHTN (Breitholtz et al., 2003). Концентрации HHCB в организмах из Ариакского моря были в 3-10 раз выше, чем у AHTN, и самые высокие концентрации были обнаружены в моллюсках, в диапазоне от 258 нг / г (масса липидов) до 2730 нг / г (масса липидов), затем ракообразными и рыбой в приливной равнине.

Токсичность PMC, особенно HHCB и AHTN, была выполнена для видов с различными трофическими уровнями и стадиями жизни, чтобы установить их токсичность. Влияние HHCB и AHTN на развитие личинок, рост молоди и выживание различных организмов было зарегистрировано (Wollenberger et al., 2003; Breitholtz et al., 2003; Carlsson and Norrgren, 2004; Gooding et al., 2006; Pedersen et al. al., 2009). Хотя многие SMC не рассматриваются как остро токсичные для организмов при концентрациях, соответствующих окружающей среде, были обнаружены сублетальные последствия, имеющие экологическое значение (Breitholtz et al., 2003; Gooding et al., 2006; Pedersen et al., 2009; Chen et al. al., 2011). Большинство из этих исследований проводятся для пресноводной среды и для краткосрочного воздействия.

Материалы и методы

<Р> 2,1. Выбор полициклических мускусов

HHCB и AHTN были приобретены у Sigma Aldrich, Испания. Характеристики этих веществ представлены в таблице 1. Используемые концентрации были тщательно отобраны на основе зарегистрированных концентраций, измеренных в различных матрицах окружающей среды.

<Р> 2,2. Условия акклиматизации и обслуживания

Вид, Ruditapes philippinarum, был выбран для этого исследования. В общей сложности 360 образцов были приобретены на аквакультурной ферме в заливе Кадис, Испания. Средний размер образцов составлял 42 ± 0,9 мм. Их немедленно доставили в лабораторию для акклиматизации и хранили в аквариуме на 300 л в течение семи дней. Аквариум снабжали постоянной аэрацией, и образцы кормили ad libitum один раз в день. Физические и химические параметры в аквариуме отслеживались и контролировались при фотопериоде 12 ч света / 12 ч темноты; температура 15 ± 10 ° С; соленость 34,6 ± 0,3% 0; рН 7,8-8,2; растворенный кислород> 5 мг / л.

<Р> 2,3. Экспериментальный подход

Концентрации HHCB и AHTN были основаны на измерениях окружающей среды (0,005, 0,05, 0,5, 5,0 и 50,0 мкг / л) для 21-дневного воздействия в биостатическом полустатическом обновлении. Мускус растворяли в диметилсульфоксиде (ДМСО) в стеклянных флаконах. Эти исходные растворы хранили в темных бутылках при 4 ° С в холодильнике. Затем их каждый раз разбавляли водой из нанопор для получения желаемых концентраций. Биологический анализ проводился в прямоугольном стеклянном аквариуме емкостью 10 л в двух экземплярах, включая контроль морской воды и контроль растворителей (DMSO), чтобы убедиться, что не было никакого эффекта растворителя (Aguirre-martínez et al., 2016). Стеклянные аквариумы были заполнены 8 л морской воды с примесями загрязнений. Биологический анализ обновлялся каждые 3 дня, вода очищалась от аквариумов, тщательно очищалась и пополнялась. Объемы свежеприготовленных растворов добавляли в каждый период обновления, чтобы подвергать организму желаемым концентрациям. Физико-химические параметры были схожи с условиями акклиматизации, описанными выше. Образцы моллюсков собирали в дни 3, 7, 14 и 21 и немедленно хранили в холодильнике при -80 ° С в лаборатории.

<Р> 2,4. Сбор и анализ проб воды

Пробы воды, использованные в экспериментах по биоанализу, собирали в дни 0 и 3, используя янтарные флаконы, и сразу же хранили при -20 ° С до анализа. Целевые соединения (HHCB и AHTN) измеряли и определяли количественно для анализа проб воды, в которые добавили HHCB и AHTN в дни 0 и 3. Использовали методологию сорбционной экстракции с помощью мешалки (SBSE) после модификации методологии, описанной Pintado-Herrera. и другие. (2014). Перед использованием все полидиметилсилоксановые бруски (PDMS, 10 мм × 0,5 мм) предварительно кондиционировали путем вымачивания их в смеси ацетонитрил / метанол (80:20, об. / Об.). Позднее эти стержни помещали в янтарные стеклянные колбы, содержащие водные образцы (500 мл), также добавляли 1 мкг л-1 бензофенона d10 для определения возможных колебаний во время процедур экстракции и анализа и перемешивали при 900 об / мин в течение 4 часов при комнатной температуре. температура. После экстракции бруски десорбировали жидкой десорбцией (LD); батончики обрабатывали ультразвуком в течение 30 мин во флаконах, содержащих 500 мкл этилацетата. Затем для идентификации и количественного определения соединений использовали газовую хроматографию (SCION 456-GC, Bruker) и масс-спектрометрию (SCION TQ от Bruker с автоматическим пробоотборником CP 8400). Хроматографический анализ методом капиллярной газовой хроматографии проводили на колонке HP-5MS (30 м × 0,25 мм, то есть × 0,25 мкм, толщина пленки 5% фенила, 95% полидиметилсилоксана), поддерживая поток газа-носителя гелия на уровне 1 мл мин -1. Детектор массы, полученный в режиме мониторинга множественных реакций (MRM). Подробности методологии обнаружения можно найти в Pintado-Herrera et al. (2016). Калибровочные кривые были построены для каждого соединения в диапазоне 0,01–20 мкг л-1. Пределы метода количественного определения (mLoQ), рассчитанные с использованием отношения сигнал / шум 10 к 1, соответственно, для проб воды были ниже 0,04 нг л -1. Восстановление метода было выше, чем 85% для обоих аналитов.

<Р> 2,5. Подготовка образцов

Образцы, хранящиеся в холодильнике, размораживали во льду и ткани пищеварительной железы извлекали. Пищеварительные железы по 3 моллюска из каждого аквариума объединяли и хранили при -80 ° С до гомогенизации. Буфер для гомогенизации готовили с 100 мМ NaCl, 25 мМ соли HEPES, 0,1 мМ ЭДТА и 0,1 мМ DTT. Объединенные образцы гомогенизировали и образцы для биохимического анализа центрифугировали для получения порций супернатанта при скорости 15000 × g в течение 20 минут при 4 ° C (S15) и 3000 × g в течение 20 минут при 4 ° C (S3). (Bradford, 1976) методология была адаптирована для определения соответствующего общего белка (TP) и значений, выраженных в мг / мл для различных экстрактов (HF, S3 и S15). Все биомаркеры измеряли с использованием устройства для считывания кинетических микропланшетов Infinite® M200.

<Р> 2,6. Анализ биомаркеров

2.6.1 Активность этоксирезоруфин-O-деэтилазы (EROD)

Активность оксидазы со смешанной функцией измеряли с использованием анализа EROD, адаптированного от мальков радужной форели (Gagné and Blaise, 1993) до моллюсков в настоящей работе. 50 мкл образца S15 (25 мкл образца + 25 мкл MilliQ) покрывали темными 96-луночными микропланшетами с плоским дном и добавляли 160 мкл 7-этоксирезоруфина, 10 мкл восстановленного NADPH, в 100 мМ буфера K2HPO4 при pH 7,4. Реакцию инициировали добавлением NADPH и продолжали в течение 60 минут (15-минутные интервалы) при 30 ° C. 7-гидроксирезоруфин определяли флуорометрически, используя 516 нм возбуждение и 600 нм эмиссионные фильтры. Калибровка была достигнута с помощью стандартной калибровочной кривой, построенной с концентрациями резоруфина. Результаты были нормализованы к общему содержанию белка (TP). Результаты выражали в виде пмоль / мин / мгТР.

2.6.2 Активность глутатион-S-трансферазы (GST)

Определение активности GST было принято Boryslawskyj et al. (1998) процедура. Вкратце, 15 мкл образцов S15 добавляли к 200 мкл раствора 1 мМ 1-хлор-2,4-динитробензола, 10 мМ соли HEPES, 125 мМ NaCl и 1 мМ снижения глутатиона (GSH), нормализованного при рН 6,5. Смеси помещали в прозрачный микропланшет, содержащий 96 лунок с плоским дном. Абсорбцию, основанную на появлении конъюгата глутатиона, измеряли при 340 нм через 0, 5, 10, 15, 20, 25 и 30 минут. Результаты выражали в виде оптической плотности в минуту на миллиграмм общего белка (мкг / мин / мг / тп).

2.6.3 Активность глутатионпероксидазы (GPx)

Активность глутатионпероксидазы измеряли после окисления …

Поделиться сочинением
Ещё сочинения
Нет времени делать работу? Закажите!

Отправляя форму, вы соглашаетесь с политикой конфиденциальности и обработкой ваших персональных данных.